第二章 肝脏的正常组织学和细胞学
在开启这场肝脏细胞学的探索之旅前，我想明确一点：若想准确解读组织中细胞的病理特征，就必须深入理解 “正常” 细胞的特性，尤其是它们在组织内的形态特点和显微解剖学排列。只有清晰掌握 “正常” 的标准，才能识别出 “异常”，进而发现病理变化。这一分析过程将表明，正常与病理状态之间的差异有时极为细微；此外，在某些情况下，只有结合实际的临床或症状表现，才能推断出原发性或继发性病理过程。
2.1 肝脏的正常组织学
为了适应机体在大型生理功能期间的体积变化，肝脏被划分为多个不同的肝叶；每个肝叶又进一步细分为多个结构单元，称为肝小叶 [1]（图 2.1 和图 2.2）。
每个多边形的肝小叶在其顶点处接收血管分支，这些分支包括门静脉分支（携带来自胃肠道、脾脏和胰腺的血液，占流入肝脏血液的 80% 以上）和肝动脉分支（携带来自主动脉的含氧血）（图 2.3 和图 2.4）。这种门脉血管结构对于肝脏的解毒、营养供应和微生物清除功能至关重要，同时也能保障氧气供应。每个肝小叶包含呈放射状排列的肝细胞索，这些肝细胞索从多边形的边缘向中心汇聚，中心部位是中央静脉（图 2.5）。
门静脉和肝动脉的分支终止于门管区（由或多或少扩展的基质支持构成），血液在第一排肝细胞（称为界板）处混合后进入血窦毛细血管。血液从这里开始流动，浸润肝细胞索的表面（图 2.6 和图 2.7），并在中央小叶区域汇合，随后通过肝静脉排出肝脏。血窦毛细血管由特定的内皮细胞界定，其有孔的细胞质允许直径高达约 1000 埃的溶质和血浆分子通过。血窦毛细血管缺乏基底膜样结构，通过一个狭窄的腔隙（Disse 间隙）将血流与肝细胞索分隔开来。这个间隙由少量胶原纤维（主要是 IV 型胶原和层粘连蛋白）以及蛋白聚糖或糖蛋白分子（如纤连蛋白和层粘连蛋白，通常称为细胞外基质（ECM））支持。通过这些非常薄的屏障，门脉血和混合动脉血与肝细胞之间发生代谢交换 —— 肝细胞获取营养物质、代谢产物和氧气；肝细胞含有大量酶，能够分解和代谢大部分吸收的物质。
从病理生理学角度来看，门脉血还会将肠道来源的细菌或潜在有毒分子输送到肝细胞，这一点也至关重要。肝细胞接收并代谢所有来自门脉血和动脉血的物质后，将合成或解毒的产物通过静脉系统转运到循环中。Kupffer 细胞位于 Disse 间隙附近，穿插在血窦内皮细胞之间，是肝实质中的特化巨噬细胞，主要发挥免疫监视功能。在正常情况下，它们还能吞噬血液中的细菌或有毒大分子。Disse 间隙中的星状细胞（也称为 Ito 细胞）是具有细长突起的细胞质成分，这些突起伸入间质，有时会穿过血窦腔。这些细胞的主要作用是储存维生素 A，并产生内皮细胞赖以附着的细胞外基质。在肝细胞索附近或之间可能会发现一些罕见的淋巴细胞，而在犬体内，一些肥大细胞可能位于中央小叶静脉附近。
肝细胞排列成双排，由血窦毛细血管分隔（如前所述）。这些细胞排形成一个狭窄的腔隙，称为胆小管，直接与肝细胞的细胞膜接触，肝细胞分泌的胆汁（肝脏的主要代谢产物）会进入其中。胆汁进入血液系统，到达最末的细小胆小管，最终进入通常称为 Hering 管的末端部分。最后，胆汁进入胆管，胆管由单层胆管上皮细胞（立方状细胞，附着于基底膜）界定。在这个过渡区域存在祖细胞（或卵圆细胞），它们在形态上无法识别，但具有全能分化能力，可转化为肝细胞和胆管上皮细胞。从远端门管区到中间门管区，较小的胆管逐渐变大，形成大胆管（由柱状细胞界定），最终汇入胆总管。
在猫和犬体内，胆总管有一个囊状憩室，即胆囊。胆囊位于方叶和右中叶之间，具有血管化的纤维肌性壁，能够收缩，腔面由柱状上皮细胞覆盖，上皮细胞排列成乳头状突起和管状结构。其血液供应仅来自肝左动脉的一个分支，因此如果该血管受损，胆囊壁容易发生缺血性坏死。胆囊的功能是储存胆汁，胆汁可能通过上皮分泌被酸化，或通过添加黏蛋白被修饰。胆囊通过一条短的胆囊管与胆总管（胆管）相连，胆总管终止于十二指肠乳头，胆汁通过该乳头流入肠腔。在猫体内，胆总管在终止于十二指肠乳头之前与胰管汇合。
基于肝细胞在门管区顶点与中心（以中央小叶静脉为代表）之间的假想多边形内的分布，人们提出了肝脏功能单位的几种表述方式。前面描述的多边形所代表的经典肝小叶是纯粹的显微解剖学实体；从功能和代谢角度来看，Rappaport 将其描述为菱形解剖单位，称为肝腺泡或 Rappaport 腺泡 [2]（图 2.8 - 图 2.10），该单位由四个顶点（两个门管区和两个中央小叶血管，两两相对）构成，其存在有助于识别涉及肝脏的病理生理事件。
根据这种划分，很明显，来自门管区的血液会穿过属于两个经典肝小叶的三个不同公共区域。1 区（或门管周围区）位于门管区附近，最先接收含氧血，但也最先接触到任何有毒代谢产物。该区域的选择性局灶性损伤可能由有毒分子或病原体介导。3 区（或中央小叶区）最后接收含氧血，因此该区域的局灶性损伤可能由缺氧条件或有害代谢产物（由 1 区肝细胞活动产生）的毒性作用介导，例如非甾体抗炎药（NSAIDs）的解毒产物通过血窦血到达中央小叶区。最后是位于上述两个区域之间的 2 区（有时称为中间区）；单独累及中间区的情况很少见，但始于中央小叶区的广泛损伤可能会扩展到中间区。
2.2 肝脏的正常细胞学
细胞学诊断潜力的优势之一在于准确了解构成组织或解剖结构的细胞的正常特征。如前所述，只有能够区分正常状态的形态差异与病理过程诱导的变化，才能制定诊断标准 —— 这一点往往被忽视。除了描述细胞膜、细胞质（包括其内容物）和细胞核的特征外，细胞结构的研究近年来也获得了重要的诊断意义。因此，形态学分析的重要性远不止于描述细胞特征，还包括细胞倾向于形成的排列方式。正常肝脏细胞构成指的是什么？它指的是从临床健康患者（肝脏酶水平和肝功能参数正常，且实质和胆道的超声检查未显示任何异常）获取的肝组织样本中细胞的形态特征。虽然确实只有通过对比临床、既往史、血液和化学检查数据，以及实质的超声评估结果和细胞组织学数据，才能诊断肝脏疾病，但不幸的是，在某些肝脏疾病过程中，临床、实验室和超声检查的结果可能完全无异常。基于以上情况，我实际上并不清楚如何准确识别 “真正” 健康的患者，以获取正常肝脏的代表性细胞学样本。因此，在描述正常肝脏的细胞学特征时，我将依据经验得出的发现 —— 这些发现基于对那些 “可能” 健康的个体肝脏的观察，其中大多数个体是为了确定与肝脏无关的疾病分期，通过超声引导下的细针毛细管抽吸（FNCS）进行采样的。即使在完全健康的肝脏中，也可能出现一些与假设正常标准存在差异的细胞学改变，因此我们每个人都应基于对尽可能多样本的分析，形成自己对细胞学正常状态的认知，同时要记住，即使存在一些可能提示病理过程的微小形态特征，肝脏仍可能被认为是 “正常” 的。
在做出这一必要说明（它表明在生物学科中，正常状态的概念可能具有可变性）后，我们将探讨所有有助于识别和概述 “正常肝脏细胞学” 概念的内容。
2.2.1 肝细胞
细胞形态学特征：中至大型细胞，直径 25-30 微米（为红细胞直径的 3-4 倍），呈圆形或多边形，细胞膜不清晰，细胞质呈细网状，根据染色方法的不同，可呈嗜碱性至嗜酸性 [3]（图 2.11 和图 2.12）。细胞质中可能出现散在的透亮区或偶尔的小无色小球，且常含有数量不等的脂褐素色素（表现为分散在细胞质中的嗜碱性颗粒物质）（图 2.13；关于脂褐素的外观和意义的完整描述见第 3 章）。猫的肝细胞中几乎总能检测到脂褐素，但在幼犬体内可能无法检测到。细胞核呈圆形（轻微的核大小不一属于正常现象），染色质呈细不规则状；有一个核仁；双核细胞和更明显的核大小不一（有时提示再生；再生性变化的描述见第 3 章）也可能出现，尤其是在老年个体中 [4]（图 2.14）。肝细胞主要以二维（有时为三维）、黏附性各异的聚集体形式分布，常被较小的细胞群或单个细胞包围；偶尔可观察到细胞质碎片和罕见的裸核。
肝细胞占肝脏中细胞总数的绝大多数（80%）。如果细针毛细管抽吸（FNCS）技术操作得当，采集到的样本总会富含肝细胞，因此如果样本中肝细胞数量较少 —— 尤其是在影像学检查确认样本来自肝脏的情况下 —— 可能是采样误差导致的。
2.2.2 库普弗细胞 (Kupffer Cells)
细胞形态学特征：小型、圆形细胞，细胞质不清晰、轻度嗜碱性，细胞核呈圆形或卵圆形、染色质致密；穿插在肝细胞之间，可通过其大小和核深染特征识别 [5]（图 2.15）。
它们是位于肝脏中的特化巨噬细胞；Kupffer 细胞相当于肺中的肺泡巨噬细胞或大脑中的神经胶质细胞 [6]。在静息状态下，检测和识别 Kupffer 细胞极为罕见 [5]，但当它们因病理过程被激活时，识别会变得非常容易。在这种情况下，它们呈现典型的圆形，体积变大，细胞质肿胀，其内容物可能源于吞噬活动（表现为球状、无色或嗜碱性物质）；还可能出现细胞吞噬现象。病理变化将在第 6 章（炎症过程）中详细描述。
2.2.3 星状细胞 (伊托细胞 / Ito Cells)
细胞形态学特征：细胞呈不规则圆形，中至大型（有时与肝细胞大小相当），细胞质因含有无色大球而扩张；细胞核小、偏心，常变形，染色质致密；单个穿插在肝细胞之间（图 2.16）。
这些细胞相对罕见，位于 Disse 间隙 [7]。识别星状细胞可能存在难度，因为它们可能与脂肪变性的肝细胞混淆 —— 脂肪变性的肝细胞在细胞核形态上有所不同（通常偏心，比肝细胞的细胞核小，染色质致密）；主要区别在于，脂肪变性通常累及相当数量的肝细胞，而星状细胞主要以单个形式脱落，与相对正常的肝细胞相间分布。
星状细胞的作用是储存维生素 A，并且在被激活时，与血窦内皮细胞共同参与细胞外基质的产生。如本书第 3 章和第 8 章所示，星状细胞在特定病理过程（如增生性病变）中可能发挥关键作用。猫体内的星状细胞比犬体内更为丰富。然而，它们最相关的作用是具有转化为肌成纤维细胞的潜力，并在慢性损伤过程中作为胶原沉积和肝纤维化进展的介质 [8]。
2.2.4 胆管细胞 (胆道细胞 / Biliary Cells)
细胞形态学特征：小外周胆管的胆管上皮细胞呈立方状，细胞质稀少、不清晰、轻度嗜碱性，细胞核呈圆形、染色质致密，排列成二维黏附性聚集体 [3,9]（图 2.17）。大末端胆管的胆管上皮细胞呈柱状、细胞质轻度嗜碱性，细胞核呈圆形、位于基底部、染色质呈颗粒状或致密状，排列成聚集体，可见栅栏状排列 [10]（图 2.18）。
与许多病理过程一样，正常肝脏样本中极难观察到胆管上皮细胞 [2]。因此，样本中出现胆管上皮细胞很可能是由于采样到了穿过胆管的实质区域；大多数正常肝脏样本中不存在胆管上皮细胞，尽管偶尔可观察到密集的胆道上皮细胞团 [4]。与肝细胞（在肝组织中排列成被血窦环绕的细胞排，因此容易大量脱落）不同，任何口径的胆管通常都嵌入门管区的基质支持中，因此很难从中脱落，且几乎仅在病理增殖过程中才会脱落 —— 第 9 章将对此进行更深入的讨论。
2.2.5 肝脏淋巴细胞
细胞形态学特征：小型细胞，细胞质稀少、嗜碱性，细胞核呈圆形、染色质致密，单个分散分布。
正常肝脏中的驻留淋巴细胞数量很少，实际上与血液来源的淋巴细胞无法区分。淋巴细胞通常位于 Disse 间隙和门脉三联体中 [11]；它们在免疫反应中发挥关键作用。免疫组织化学研究表明，T 淋巴细胞数量最为丰富 [12]。
2.2.6 肝脏肥大细胞
细胞形态学特征：小至中型细胞，细胞质呈致密颗粒状，常不清晰，因此表现为均匀嗜酸性，细胞核呈圆形、染色质不规则或致密；主要以单个形式存在，穿插在肝细胞之间或附着于细胞聚集体边缘（图 2.19）。
肥大细胞在肝实质中较为罕见，在犬体内，它们可能位于中央小叶静脉附近 [13]；有时它们与星状细胞直接接触 [7]。使用常规染色技术在细胞学样本中识别它们可能存在难度，但应用特殊、易用且快速的染色方法（如甲苯胺蓝）（见第 6 章），其细胞质的异染性染色会使它们极易被识别 [14]（图 2.20）。
2.2.7 造血细胞
肝脏在胎儿期是造血器官，出生后造血功能逐渐下降，但仍会持续存在 [15]。在新生或非常年幼的猫和犬体内，正常情况下可观察到三个细胞系的造血成分：红细胞系、粒细胞系和巨核细胞系（图 2.21 和图 2.22）。
2.2.8 间皮细胞
细胞形态学特征：细胞质呈圆形或多边形，轻度嗜碱性，细胞核呈圆形、位于中央、染色质呈颗粒状或致密状；排列成铺砖样二维聚集体，有时聚集体较大（图 2.23）。间皮细胞常表现为铺砖样排列，细胞间可见称为 “窗孔” 的间隙，细胞边缘呈粉红色、模糊状 [16]（图 2.24）。
通过针吸采样有时可能会获取到界定 Glisson 囊表层的大片间皮细胞。在肝脏样本中间皮细胞极为罕见。总体而言，识别它们并不困难，因为在正常情况下它们可能存在；但必须将它们与胆道细胞聚集体区分开来 —— 胆道细胞聚集体更可能是病理过程的结果。
2.3 关键点
- 正常肝细胞的细胞质中可能出现脂褐素蓄积；此外，一些正常肝细胞的细胞质中可能存在少量模糊或球状的无色物质。
- 正常胆管上皮细胞极难观察到；当出现胆管上皮细胞时，应始终怀疑并排查胆管病变。
- 正常星状细胞（也称为 Ito 细胞）脱落数量较少；根据细胞质内的大脂质球，这些细胞必须与脂肪变性区分开来。
- 少量淋巴细胞可能聚集在正常肝细胞层附近。
- 正常肥大细胞以单个细胞形式脱落，细胞质较小，充满粗大的紫色颗粒。
- 必须将间皮细胞与胆管上皮细胞层区分开来。
参考文献
[1] Hayes, M.A. (2004). Pathophysiology of the liver. In: Veterinary Pathophysiology (ed. R.H. Dunlop and C.H. Malbert), 371–373. Ames, IA: Blackwell Publishing.
[2] Rappaport, A.M., Borowy, Z.J., Lougheed, W.M., and Lotto, W.N. (1954). Subdivision of hexagonal liver lobules into a structural and functional unit. Role in hepatic physiology and pathology. Anat. Rec. 119 (1): 11–33.
[3] Masserdotti, C. (2021). Nonneoplastic disorders of the liver. In: Veterinary Cytology (ed. L.C. Sharkey, M.J. Radin, and D. Seelig), 413–416. Hoboken, NJ: Wiley.
[4] Stockhaus, C., Teske, E., Van Den Ingh, T. et al. (2002). The influence of age on the cytology of the liver in healthy dogs. Vet. Pathol. 39 (1): 154–158.
[5] Orell, S.R., Sterret, G.F., Walters, M.N.I. et al. (1992). Retroperitoneum, Liver and Spleen. Manual and Atlas of Fine Needle Aspiration Cytology, 247–248. Edinburgh: Churchill Livingstone.
[6] Boler, R.K. (1969). Fine structure of canine Kupffer cells and their microtubule-containing cytosomes. Anat. Rec. 163 (4): 483–496.
[7] Kobayashi, K., Sakata, K., Miyata, K. et al. (1985). Mast cell-Ito cell pairings found in the Disse’s spaces in the liver of the beagle dog. Arch. Histol. Jpn. 48 (5): 483–496.
[8] Ijzer, J., Roskams, T., Molenbeek, R.F. et al. (2006). Morphological characterization of portal myofibroblasts and hepatic stellate cells in the normal dog liver. Comp. Hepatol. 16: 5–7.
[9] Arndt, T.P. and Shelly, S.M. (2014). The liver. In: Cowell and Tyler’s Diagnostic Cytology of the Dog and Cat, 4e (ed. A.C. Valenciano and R.L. Cowell), 358–359. St Louis, MO: Elsevier.
[10] Meyer, D.K. (2016). The liver. In: Canine and Feline Cytology – A Color Atlas and Interpretation Guide, 3e (ed. R.E. Raskin and D.J. Meyer), 259–283. St Louis MO: Elsevier.
[11] Sakagami, K., Higaki, K., Toda, K. et al. (1989). Role of canine hepatic sinusoidal lining cells in the immune response. Transplant. Proc. 21: 411–415.
[12] Weiss, D.J., Gagne, J.M., and Armstrong, P.J. (1989). Characterization of portal lymphocytic infiltrates in feline liver. Vet. Clin. Pathol. 21 (1 Pt 1): 411–415.
[13] Yamamoto, K. (2000). Electron microscopy of mast cells in the venous wall of canine liver. J. Vet. Med. Sci. 62 (11): 1183–1188.
[14] Masserdotti, C. (2013). Proportion of mast cells in normal canine hepatic cytologic specimens: comparison of 2 staining methods. Vet. Clin. Pathol. 42 (4): 522–525.
[15] Crosbie, O.M., Reynolds, M., McEntee, G. et al. (1999). In vitro evidence for the presence of hematopoietic stem cells in the adult human liver. Hepatology 29 (4): 1193–1198.
[16] Murugan, P., Siddaraju, N., Habeebullah, S., and Basu, D. (2008). Significance of intercellular spaces (windows) in effusion fluid cytology: a study of 46 samples. Diagn. Cytopathol. 36 (9): 628–632.
